1 de Septiembre – 14 de Diciembre 2018, SCIAN-Lab & BNI, Facultad de Medicina, U-Chile

Organización:

Steffen Härtel / Mauricio Cerda, SCIAN-Lab, BNI, ICBM, F-Med, Universidad de Chile.


Lugar, con link

Facultad de Medicina, Independencia 1027, Universidad de Chile, Santiago, ChiContactle


– Profesores participantes

ICBM | Facultad de Medicina, U-Chile y BNI
Dr. Steffen Härtel, SCIAN-Lab, Programa de Anatomía y Biología del Desarrollo (PABD)
Dr. Miguel Concha, LEO-Lab, PABD
Dr. Enzo Brunetti, Laboratorio Neuro-Sistemas
Dr. Mauricio Cerda, SCIAN-Lab, PABD
Dr.(c) Jorge Jara, SCIAN-Lab, PABD
Dr. Jorge Toledo, SCIAN-Lab, PABD
Dr. Violeta Chang, SCIAN-Lab, PABD
MSc. Susana Vargas, Centro de Espermiogramas Asistidos por Internet, SCIAN-Lab, PABD

CCTVal, Universidad Técnica Federico Santa María, UTFSM
Dra. Raquel Pezoa, Informatics Department, CCTVal, UTFSM

Centro de Modelamiento Matematico, CMM, FCFM, U-Chile
Dr. Axel Osses, CMM

Departamento de Tecnología Médica
Dr. Víctor Castañeda, SCIAN-Lab, PABD
Dr. Enzo Aguilar, Departamento de Tecnología Médica


Programa del curso

El módulo (M12) está dividido en dos cursos:

  1. Procesamiento de Imágenes y Bioseñales I, M12.1 con 4 créditos:
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  2. Procesamiento de Imágenes y Bioseñales II, M12.2 con 3 créditos:
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Tópicos centrales:
(i) Imágenes biológicas y biomédicas,
(ii) Métodos y técnicas de análisis y procesamiento de imágenes,
(iii) Análisis de estructuras biológicas y biomédicas en imágenes digitales


Clases Procesamiento de Imágenes y Bioseñales I

Sa 01.09, 9.00h, Sesión I: 3h 20min
A. Osses: Adquisición de imágenes biológicas y biomédicas I
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Sa 01.09, 13.40h, Sesión II: 3h 20min
S Härtel: Adquisición de imágenes biológicas y biomédicas II
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Sa 08.09, 9.00h, Sesión III: 3h 20min
V. Castañeda: Teoría de señales e imágenes I
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Sa 08.09, 13:40h, Sesión IV: 3h 20min
J. Toledo / J Jara: Adquisición de imágenes biológicas y biomédicas IV (Práctico)

Sa 29.09, 9:00h, Sesión V: 3h 20min
J. Jara / J Toledo: Adquisición de imágenes biológicas y biomédicas III: Mic. de Fluorescencia (Práctico)

Sa 29.09, 13:40h, Sesión VI: 3h 20min
E. Aguilar: Teoría de señales e imágenes II

Mi 03.10, 18:00h, Sesión VII: 3h 20min
A. Osses: Teoría de señales. Señales electrofisiológicas

Sa 06.10, 9:00h, Sesión VIII: 3h 20min
J. Jara: Métodos y técnicas de segmentación de imágenes I
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Sa 06.10, 13:40h, Sesión IX: 3h 20min
J. Jara: Métodos y técnicas de segmentación de imágenes II
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Sa 13.10, 9:00h, Sesión X: 3h 20min
J. Jara/J.Toledo: Métodos y técnicas de segmentación de imágenes III (Práctico)

Sa 13.10, 13:40h, Sesión XI: 3h 20min
M. Cerda: Análisis de estructuras biomédicas en imágenes digitales I

Ma 12.10, 18:00h, Sesión XII: 3h 20min
M. Cerda/J. Jara/J. Toledo: Análisis de estructuras biomédicas en imágenes digitales II y práctico


Clases Procesamiento de Imágenes y Bioseñales II

Sa 10.11, 09:00h, Sesión I: 3h 20min
Victor Castañeda /Jorge Toledo: Conceptos de microscopía óptica masiva (highthroughput microscopy) y subdifracción (superresolution)I

Sa 10.11, 9:00h, Sesión II: 3h 20min
Jorge Toledo:Conceptos de microscopía óptica masiva y subdifracción (super-resolution) II

Vi 16.11, 13:40h, Sesión III: 3h 20min
Mauricio Cerda: Interpretación de imágenes biológicas y biomédicas en series de tiempo I / IPOL

Ma 20.11, 18:00h, Sesión IV: 3h 20min
Mauricio Cerda / jorge Jara: Interpretación de imágenes biológicas y biomédicas en series de tiempo II (Práctico)

Vi 23.11, 18:00h, Sesión V: 3h 20min
J. Toledo/V. Castañeda/A. Osses/R. Pezoa: Espermiogramas Digitales

Vi 30.11, 18:00h, Sesión VI: 3h 20min
M.Cerda: Mayas Geométricas y práctico

Ma 04.12, 18:00h, Sesión VII: 3h 20min
V. Castañeda / J. Toledo: Conceptos de microscopía óptica masiva y subdifracción (super-resolution) III (Práctico)

Vi 07.12, 18:00h, Sesión VIII: 3h 20min
E. Aguilar: Procesamiento de audio de pruebas perceptuales

Ma 11.12, 18:00h, Sesión IX: 3h 20min
S. Härtel/V. Castañeda/J. Jara/M. Cerda/J. Toledo: Seminarios (práctico)

Vi 14.12 18:00, Sesión X: 3h 20min
J.Toledo / V.Casteñeda:Examen


Preguntas Frecuentes

¿Cuánto cuesta el Curso?
Si eres alumno regular de la Universidad de Chile, el curso es gratuito.
Si no eres alumno regular de la Universidad de Chile, el valor del curso es de 17,5 UF.

¿Dónde me inscribo si NO soy alumno regular de post-grado de la Universidad de Chile?
Si no eres alumno regular de post-grado de la Universidad de Chile, debes comunicarte con la oficina de post-grado de la Facultad de Medicina de la Universidad de Chile, además de descargar y enviar el formulario de solicitud de cupo para alumno libre desde AQUI .
Mónica Astudillo, tel +56 2 2978 6440, correo: mastudillo@med.uchile.cl
Erika Acuña, tel +56 2 2978 9589, correo: magister@med.uchile.cl
Dirección: Avenida Independencia 1027, Santiago, Chile.

¿Dónde me inscribo si SOY alumno regular de post-grado de la Universidad de Chile?
Para el caso de alumnos de post-grado de otras facultades, cada secretaría de postgrado debe enviar la solicitud/inscripción de los alumnos que estén interesados en tomar el curso a la secretaría de post-grado de la Facultad de Medicina incluiyendo los siguientes datos: nombre, apellidos, programa/carrera, email, teléfono.


Grupos de Alumnos Curso I:

Grupo 1 – Reconstrucción 3D de imágenes de microscopía DIC en series temporales de cultivos celulares (J. Toledo)
Felipe Cáceres, Cristóbal Lecaros, Karla Chandía, Fabián Villena

Grupo 2 – Reconstrucción del foco de imágenes naturales a partir de stacking 3D a partir de alineamiento y blending (J. Toledo)
Macarena Martínez, Daniela Quenti, Katherine Anabalón, Paulina Cubillos

Grupo 3 – Segmentación y clasificación en espermiogramas (V. Castañeda/J. Jara)
Mitcheel Lanas, Iván Castro, José Carrasco

Grupo 4 – Skeletons 3D en neuronas (M. Cerda/A. Lavado)
Ive K., Laura Araya, Sofía Quinteros

Grupo 5 – Imágenes de fondo de ojo para retinopatía (J. Jara)
Patricia Menares, Claudio Catalán, Felipe Miranda, Jimena Reyes

Grupo 6 – Señales de calcio (M. Cerda)
Ignacio Vega, Pedro Lobos

Grupo 7 – Segmentación 3D multicanal en imágenes de microscopía de fluorescencia (J. Jara)
Loreta Bernucci, Miriam Barros, Catalina Berríos


Notas Curso I:

Documentos y Literatura para Prepasos Prácticos

1 Bases de la Fluorescencia
Principles of Fluorescence Spectroscopy (1st chapter) PDF Document
Fluorescent proteins: a cell biologist’s user guide. Erik Lee (2009), Trends in Cell Biology Vol. 19(11) 649-655 PDF Document
Seeing is believing? Alison J. North, The Journal of Cell Biology Vol. 172, No. 1 9-18, January 2, 2006 PDF Document
The Good, the Bad and the Ugly! Helen Pearson, NATURE 447, May 2007 PDF Document
Quantitative Imaging in Cell Biology (1st chapter) PDF Document

2 Bases de la Microscopía Confocal y Deconvolución
ZEISS Principles of Confocal Microscopy PDF Document
Live Cell Spinning Disk Microscopy. Graf et al. (2005) Adv Biochem Engin/Biotechnol 95:57-75 PDF Document
LEICE TCS LSI Brochure PDF Document
Huygens Professional User Guide from SVI:  PDF Document Link Web
Intracellular Fluorescent Probe Concentrations by Confocal Microscopy, Finck et al. 1998 PDF Document
Quantitative Imaging in Cell Biology (chapters 5, 7, 9, 10) PDF Document

3 Segmentación
Feature Extraction and Image Processing, Nixon & Aguado (Elsevier) 2002. Histogramas (cap. 3) y filtros basados en convolución (pasa-bajos, detección de bordes, caps. 2, 4) PDF Document
Gold-standard and improved framework for sperm head segmentation. Chang et al. (2014). PDF Document
ACME: Automated Cell Morphology Extractor for Comprehensive Reconstruction of Cell Membranes. Mosaliganti et al. (2012). PDF Document

6 Descriptores de forma
Feature Extraction and Image Processing, Nixon & Aguado (Elsevier) 2002. Capitulo 7: Chain codes, basic and moments descriptors. PDF Document
Computational Methods for Analysis of Dynamic Events In Cell Migration. Current Molecular Medicine 14(2). Shape and topology section. PDF Document
Semi-automated quantification of filopodial dynamics. Constantino et al. (2008). PDF Document
Analysis of endoplasmic reticulum of tobacco cells using confocal microscopy. Radochova et al. (2005). PDF Document


Literatura para Seminarios

1 High throughput in vivo microscopy and cell tracking:
Cell tracking using a photoconvertible fluorescent protein. Hatta (2006) Nature Protocols PDF Document
Reconstruction of Zebrafish Early Embryonic Development by Scanned Light Sheet Microscopy. Keller (2008) Science 322:14 PDF Document

2 Medical image Analysis:
Retrieving the intracellular topology from multi-scale protein mobility mapping in living cells. Baum (2014) Nature DOI: 10.1038/ncomms5494 PDF Document
Cell tracking using a photoconvertible fluorescent protein. Hatta (2006) Nature Protocols PDF Document
Reconstruction of Zebrafish Early Embryonic Development by Scanned Light Sheet Microscopy. Keller (2008) Science 322:14 PDF Document
Escape Behavior Elicited by Single, Channelrhodopsin-2-Evoked Spikes in Zebrafish Somatosensory Neurons. Douglass (2008) Current Biology 18: 11:33 PDF Document

3 Digital Pathology:
Cell tracking using a photoconvertible fluorescent protein. Hatta (2006) Nature Protocols PDF Document
Reconstruction of Zebrafish Early Embryonic Development by Scanned Light Sheet Microscopy. Keller (2008) Science 322:14 PDF Document
Escape Behavior Elicited by Single, Channelrhodopsin-2-Evoked Spikes in Zebrafish Somatosensory Neurons. Douglass (2008) Current Biology 18: 11:33 PDF Document

4 Localización y Colocalización:
Measurement of colocalization of objects in dual-color confocal images, Manders E. (1993) Journal of Microscopy 169: 375-382 PDF Document
A guided tour into subcellular colocalization analysis in light microscopy. Bolte S. et al (2006) Journal of Microscopy, 224 (3): 213 232 PDF Document
A guide to accurate fluorescence microscopy colocalization measurements. Comeau J.W., et al (2006) Biophys J. 91:4611-22 PDF Document
Accurate measurements of protein interactions in cells via improved spatial image cross-correlation spectroscopy. Comeau J.W.et al (2008) Mol Biosyst. 4: 672-85 PDF Document
Multi-Image Colocalization and Its Statistical Significance. Fletcher P et al (2010) Biophys J. 99:1996-2005 PDF Document
Supporting Material: Multi-Image Colocalization and Its Statistical Significance. Fletcher P et al (2010) Biophys J. 99:1996-2005 PDF Document
Confined Displacement Algorithm Determines True and Random Colocalization in Fluorescence Microscopy. Ramirez O et al (2010) Journal of Microscopy, Sep 1;239(3):173-83 PDF Document
New Algorithm to Determine True Colocalization in Combination with Image Restoration and Time-Lapse Confocal Microscopy to Map Kinases in Mitochondria. Villalta et al (2011) PLOSone;6(4):e19031 PDF Document

5 Segmentación y aplicaciones:
A Methodology for Evaluation of Boundary Detection Algorithms on Medical Images. Chalana et al (1997) IEEE Transactions on Medical Imaging 16(5):642-652 PDF Document
Towards Objective Evaluation of Image segmentation Algorithms. Unnikrishnan et al (2007) IEEE Transactions on Pattern Analysis and Machine Intelligence 29(6):929-944 PDF Document
A framework for comparing different image segmentation methods and its use in studying equivalences between level set and fuzzy connectedness frameworks. Ciesielski et al (2011) Computer Vision and Image Understanding 115:721-734 PDF Document
Cell segmentation From 3-D Confocal Images of Early Zebrafish Embryogenensis. Zanella et al (2010) IEEE Transactions on Image Processing 19(3):770-781 PDF Document
3-D Quantification of the Aortic Arch Morphology in 3-D CTA Data for Endovascular Aortic Repair. Worz et al (2010) IEEE Transactions on Biomedical Engineering 57(10):2359-2368 PDF Document

6 Flujo Óptico y aplicaciones:
An Implementation of Multiscale Combined Local-Global Optical Flow. Jara et al (2014) IPOL. PDF Document
Computation and Visualization of Three-Dimensional Soft Tissue Motion in the Orbit. Abramoff et al (2002) IEEE Transactions on Medical imaging 21(4). PDF Document

7 Cuantificación topológica y aplicaciones:
Spatial mapping and quantification of developmental branching morphogenesis. Short el al (2013) Development 140. PDF Document
Computing Multiscale Curve and Surface Skeletons of Genus 0 Shapes Using a Global Importance Measure. Reniers et al (2008) IEEE TRANSACTIONS ON VISUALIZATION AND COMPUTER GRAPHICS 14(2). PDF Document

8 Review: Microscopy Diffraction Barrier:
Breaking the Diffraction Barrier: Super-Resolution Imaging of Cells. Huang B. et al (2010) Cell 143:1047-1058 PDF Document

8.1 STED-Microscopy:
STED-Microscopy: Concepts for nanoscale resolution in fluorescence microscopy. Hell S. et al (2004) Current Opinion in Neurobiology 4:599-609 PDF Document
Microscopy and its focal switch. Hell S. (2009) Nature Methods. 6(1):24-32 PDF Document

8.2 SIM-Microscopy:
Subdiffraction multicolor imaging of the nuclear periphery with 3D structured illumination microscopy. Schermelleh et al (2008) Science, 320(5881):1332-6 PDF Document
Three-dimensional resolution doubling in wide-field fluorescence microscopy by structured illumination. Gustafsson et al (2008) Biophys J, 94(12):4957-70 PDF Document
Nonlinear structured-illumination microscopy: Wide-field fluorescence imaging with theoretically unlimited resolution Gustafsson (2005) 1381242953.6801PNAS: 13081-13086 PDF Document

8.3 PALM/STORM-Microscopy:
Imaging intracellular fluorescent proteins at nanometer resolution. Betzig et al (2006) Science, 313(5793), 1642-5 PDF Document
Super-resolution imaging by nanoscale localization of photoswitchable fluorescent probes. Bates M et al (2008) Curr Opin Chem Biol, 12(5): 505-514 PDF Document
A New Approach to Fluorescence Microscopy. Bates M (2010) SCIENCE 330: 1334-5 PDF Document
Superresolution Imaging of Chemical Synapses in the Brain. Dani A et al (2010) Neuron 68, 843-856 PDF Document